Forensic Genetics Multiple Choice Quiz

Qual è la prima fase logica in un workflow analitico?. Selezionare il modello statistico di confronto. Definire le soglie operative del laboratorio. Individuare e delimitare la traccia sulla scena. Separare gli ampliconi in elettroforesi.

Per quale motivo la purificazione del DNA è una fase determinante?. Per calcolare la potenza discriminante dei marcatori. Per ridurre il numero di alleli visibili in elettroferogramma. Per stabilizzare i frammenti già amplificati in PCR. Per rimuovere componenti che interferiscono con l'amplificazione.

Che cosa consente di valutare una quantificazione eseguita correttamente?. Se la traccia è stata depositata in epoca recente. Se gli STR appartengono tutti alla stessa regione genomica. Se il profilo risultante sarà completo e senza drop-out. Se il DNA è sufficiente e in condizioni adatte all'analisi.

Quale delle seguenti è una reale criticità della PCR?. Possibili artefatti che possono influenzare l'interpretazione. Impossibilità di amplificare più marcatori in un'unica reazione. Rilevamento spontaneo di tutti i contributori presenti. Disattivazione automatica degli inibitori del sistema.

In quale scenario l'uso del sequenziamento avanzato migliora realmente l'analisi?. Quando l'elettroforesi mostra picchi con intensità molto elevata. Quando la quantificazione non rileva DNA in quantità sufficiente. Quando servono informazioni interne non distinguibili con la sola lunghezza. Quando il campione presenta numerosi inibitori chimici residui.

Quale opzione riporta l'ordine corretto delle fasi principali di un workflow?. Recupero → Quantificazione → Purificazione → Amplificazione → Interpretazione. Recupero → Purificazione → Quantificazione → Amplificazione → Interpretazione. Recupero → Amplificazione → Quantificazione → Purificazione → Interpretazione. Purificazione → Recupero → Quantificazione → Amplificazione → Interpretazione.

Che cosa definisce correttamente un workflow in genetica forense?. La sequenza strutturata delle fasi di analisi. Il catalogo dei reagenti presenti in laboratorio. La sola procedura di amplificazione del DNA. L'elenco dei marcatori usati nei pannelli.

Che cosa rappresenta un picco correttamente attribuito in un tracciato elettroforetico?. Un marcatore di controllo interno non amplificato. Un valore che indica la quantità del substrato iniziale. Un segnale legato alla fase di denaturazione in PCR. Un allele corrispondente a un amplicone separato.

Per quale motivo le repliche indipendenti sono essenziali nell'analisi dei campioni LCN?. Per individuare marcatori non presenti nel pannello originale. Per ridurre automaticamente la degradazione del DNA. Per distinguere gli alleli genuini dagli artefatti che compaiono in modo casuale. Per aumentare la lunghezza degli ampliconi.

Quale condizione favorisce maggiormente la comparsa di allele imbalance nei campioni LCN?. L'assenza totale di inibitori nella miscela. L'uso di primer troppo vicini tra loro. La presenza di pochissime copie iniziali che amplificano in modo asimmetrico. La presenza esclusiva di STR corti nel pannello.

Perché il drop-out è particolarmente insidioso nei campioni a bassa quantità?. Perché può far apparire omozigote un profilo che in realtà è eterozigote. Perché si verifica solo su marcatori del cromosoma Y. Perché impedisce completamente la separazione capillare. Perché aumenta la produzione di artefatti di tipo pull-up.

Qual è la causa principale della perdita selettiva degli STR lunghi nel DNA degradato?. La presenza costante di contaminazioni ambientali. L'incapacità dei dye di legarsi a frammenti superiori a 250 bp. L'incompatibilità tra polimerasi e sequenze ripetute lunghe. La maggiore probabilità che regioni flanking estese subiscano danni strutturali.

Quale scenario suggerisce che un profilo derivi da DNA degradato e non da LCN?. Progressiva diminuzione dei picchi in funzione della lunghezza degli STR (ski-slope). Comparsa di più repliche discordanti tra loro. Presenza esclusiva di segnali sopra soglia ma molto sbilanciati. Aumento marcato dei drop-in a bassa intensità.

Quale vantaggio offrono i miniSTR rispetto agli STR tradizionali nei campioni degradati?. L'eliminazione completa della stocasticità di amplificazione. L'amplificazione esclusiva di contributori minoritari. La possibilità di evitare la fase di purificazione. La riduzione della distanza tra i primer, che permette di amplificare frammenti molto più corti.

Qual è un errore interpretativo comune nei profili LCN o degradati?. Diluire il campione per aumentare l'intensità dei picchi. Sostituire la PCR con la sola quantificazione per evitare stocasticità. Considerare l'assenza di un allele come prova di esclusione senza valutarne le cause chimiche. Interpretare ogni picco debole come contributore aggiuntivo.

Perché un campione che è contemporaneamente LCN e degradato è particolarmente difficile da interpretare?. Perché genera profili composti unicamente da artefatti di pull-up. Perché combina scarsità di copie e frammentazione, amplificando al massimo drop-out e ski-slope. Perché non può essere analizzato con pannelli autosomici. Perché impedisce completamente l'uso dell'elettroforesi capillare.

Per quale ragione un profilo ottenuto da una sola corsa su campione critico non può essere usato per il LR?. La CE non separa correttamente gli STR con DNA danneggiato. Il LR richiede sempre due fluorofori diversi. La mancanza di riproducibilità rende insicura l'assegnazione allelica. Il software non consente l'analisi statistica dei profili deboli.

A cosa serve il "bin" nella chiamata degli alleli?. Filtrare automaticamente i picchi troppo intensi. Verificare la corretta miscela dei fluorofori. Correggere le distorsioni provocate dalla degradazione. Definire l'intervallo entro cui un picco può essere assegnato a un allele noto.

Quale elemento permette di riconoscere una mixture in modo immediato?. Assenza totale di artefatti. Comparsa di più di due alleli compatibili in un singolo locus. RFU identici tra tutti i marcatori. Presenza di picchi molto simmetrici.

Il ladder allelico consente all'analista di: Evitare la comparsa di artefatti come lo stutter. Identificare correttamente quale allele corrisponde a ciascun picco. Stabilire il profilo del contributore minoritario. Determinare la quantità assoluta di DNA.

Per quale motivo la CE è considerata più affidabile del gel nella separazione degli STR?. Perché distingue frammenti anche molto simili in base alla loro migrazione. Perché elimina automaticamente gli artefatti di PCR. Perché amplifica il DNA durante la corsa. Perché non richiede l'uso di fluorofori.

In un elettroferogramma, un picco con RFU bassi suggerisce principalmente: Un'amplificazione debole potenzialmente soggetta a drop-out. Un errore nel riconoscimento del colorante. Un eccesso di DNA nel campione. La presenza certa di un contributore minoritario.

La mobilità elettroforetica di un frammento STR dipende soprattutto da: Il numero totale di marcatori nel multiplex. La concentrazione iniziale del campione. Il ciclo di denaturazione della PCR. Quanto è lungo il frammento.

Che cosa identifica il coverage nel sequenziamento NGS?. Il numero di letture che coprono una stessa porzione di DNA. La quantità totale di adattatori inseriti nella libreria. La percentuale di basi che non richiedono controllo qualità. La lunghezza massima raggiungibile dai frammenti durante la run.

Quale criticità può emergere nel sequenziamento di campioni forensi degradati?. Bias rilevanti introdotti durante la costruzione della libreria. Sovrapposizione costante di frammenti non correlati al campione. Generazione esclusiva di sequenze perfettamente uniformi. Lettura omopolimerica garantita senza errori di piattaforma.

Per quale motivo l'incorporazione di un ddNTP arresta la sintesi nel metodo Sanger?. Perché il ddNTP altera la carica complessiva degli ampliconi. Perché il ddNTP impedisce il legame del primer alla molecola stampo. Perché il ddNTP non possiede il gruppo 3'-OH necessario all'estensione. Perché il ddNTP blocca la denaturazione termica del DNA a ogni ciclo.

Qual è lo scopo della preparazione della libreria nel workflow NGS?. Accelerare la polimerizzazione rendendo superflua l'amplificazione. Produrre ampliconi identici privi di qualunque polimorfismo. Rendere ogni frammento riconoscibile e leggibile dalla piattaforma. Eliminare automaticamente le molecole con struttura non lineare.

In che modo il metodo Sanger riesce a ricostruire la sequenza del DNA?. Misurando direttamente la lunghezza del DNA tramite campo elettrico costante. Generando frammenti terminati in tutte le posizioni grazie ai nucleotidi terminatori. Leggendo la sequenza tramite modifiche del pH durante la sintesi. Riconoscendo le basi attraverso marcatori non fluorescenti.

Per quale ragione il NGS è definito un insieme di tecnologie e non una tecnica singola?. Perché impiega esclusivamente un unico metodo di rilevazione ottica. Perché non consente di variare i parametri della piattaforma utilizzata. Perché genera sempre frammenti di identica lunghezza per ogni run. Perché utilizza chimiche di lettura differenti basate sullo stesso principio parallelo.

Quale vantaggio forense deriva dal sequenziamento degli STR tramite tecniche NGS?. La completa eliminazione degli stutter all'interno dei motivi ripetuti. La riduzione del numero di loci necessari per l'identificazione. La distinzione di alleli iso-lunghezza grazie alla lettura della sequenza interna. L'assenza totale di varianti nelle regioni flanking dei marcatori.

Qual è il comportamento tipico dei frammenti lunghi nella matrice polimerica?. Producono RFU più alti dei frammenti corti. Avanzano più lentamente perché incontrano maggiori ostacoli. Non vengono separati dalla matrice. Migrano più rapidamente dei frammenti corti.

Che cosa distingue in modo critico il DNA spermatico da quello epiteliale?. La totale assenza di gruppi fosfato nella testa spermatica. La minor affinità per le superfici di purificazione in silice. La compattazione tramite protamine che richiede lisi specifica. La capacità di liberarsi spontaneamente durante la lisi standard.

Perché la semplice lisi non è sufficiente per ottenere DNA utilizzabile?. Perché il buffer di lisi elimina anche parte degli acidi nucleici. Perché il DNA rimane sempre intrappolato nella membrana cellulare. Perché la soluzione contiene proteine, lipidi e inibitori che interferiscono con la PCR. Perché il DNA appena liberato non è compatibile con l'elettroforesi.

In quale scenario le beads magnetiche risultano particolarmente efficaci?. Nei campioni misti in cui la PCR separa già i contributi cellulari. Nei campioni ricchi in cui è utile precipitare velocemente il DNA. Nei campioni minerali che non richiedono fasi di lavaggio. Nelle microtracce dove è necessario minimizzare la perdita di DNA.

Quale limite rende poco adatto il metodo fenolo/cloroformio nella genetica forense moderna?. Richiede numerosi passaggi manuali che aumentano il rischio di contaminazione. Produce DNA poco puro perché non rimuove le proteine denaturate. Non permette la separazione della fase organica dalla fase acquosa. Nessuna delle risposte è corretta.

Quale caratteristica rende la saliva una matrice complessa da cui estrarre DNA?. L'assenza quasi totale di cellule epiteliali utilizzabili. L'elevata quantità di emoglobina che inibisce la PCR. La prevalenza di materiali minerali che ostacolano la lisi. La presenza di enzimi che accelerano la degradazione del DNA.

Per quale motivo i campioni ossei richiedono una fase di decalcificazione prima dell'estrazione?. Per ridurre il contenuto di proteine strutturali presenti nell'osso. Per liberare il DNA intrappolato nella matrice minerale. Per facilitare la formazione di complessi stabili con i primer. Per rendere solubili i sali che interferiscono con l'elettroforesi.

In che modo la silice trattiene selettivamente il DNA durante la purificazione?. Per mezzo della precipitazione spontanea del DNA in tamponi a basso pH. Mediante l'inattivazione delle proteine di legame al DNA. Attraverso la separazione gravitazionale delle molecole più pesanti. Attraverso l'interazione tra gruppi fosfato e superficie in condizioni di alta salinità.

Qual è l'obiettivo principale della lisi durante l'estrazione del DNA?. Ridurre la frammentazione del DNA già degradato. Eliminare solamente gli inibitori chimici presenti nel campione. Separare fisicamente i marcatori STR prima della PCR. Liberare il DNA rompendo membrane cellulari e nucleari.

Che cosa rappresenta un picco correttamente attribuito in un tracciato elettroforetico?. Un marcatore di controllo interno non amplificato. Un valore che indica la quantità del substrato iniziale. Un segnale legato alla fase di denaturazione in PCR. Un allele corrispondente a un amplicone separato.

Qual è la funzione principale della fase di denaturazione nella PCR?. Separare i due filamenti della doppia elica per permettere l'accesso ai primer. Stabilizzare la polimerasi prima dell'estensione. Eliminare selettivamente i frammenti di DNA degradato. Ridurre la lunghezza dei frammenti troppo lunghi.

Che cosa distingue concettualmente la modalità SYBR Green dalla modalità TaqMan?. SYBR rileva solo sequenze lunghe; TaqMan solo sequenze corte. SYBR rileva qualsiasi doppia elica; TaqMan si accende solo quando la sonda viene degradata. SYBR funziona senza cicli termici; TaqMan richiede amplificazione isotermica. SYBR amplifica più marcatori per reazione; TaqMan un solo locus per volta.

Quale vantaggio operativo offre la quantificazione prima della PCR multiplex sugli STR?. Permette di definire l'input ottimale di DNA, evitando sia sovra- che sotto-amplificazioni. Sostituisce la necessità della fase di estrazione e purificazione. Garantisce che tutti i marcatori amplifichino alla stessa intensità. Consente di identificare automaticamente il numero di contributori nella traccia.

Perché la degradazione della sonda TaqMan è fondamentale per la generazione del segnale fluorescente?. Perché la sonda intera blocca sempre l'estensione della polimerasi. Perché la sonda intera impedisce la denaturazione del DNA nei cicli successivi. Perché la sonda degradata inattiva completamente la polimerasi. Perché solo la separazione tra Reporter e Quencher consente al Reporter di emettere fluorescenza.

Quale aspetto della multiplex PCR aumenta il rischio di competizione tra marcatori?. L'utilizzo di una sola temperatura costante per tutte le fasi del ciclo. L'obbligo di usare un solo colorante fluorescente per tutti i marcatori. L'assenza della fase di denaturazione nei cicli di amplificazione. La presenza simultanea di molte coppie di primer nella stessa miscela di reazione.

Quale combinazione fase-temperatura descrive correttamente un ciclo standard di PCR?. Denaturazione 50-65 °C; Annealing 94-98 °C; Estensione circa 72 °C. Denaturazione circa 72 °C; Annealing 94-98 °C; Estensione 50-65 °C. Denaturazione 94-98 °C; Annealing 50-65 °C; Estensione circa 72 °C. Denaturazione 30-40 °C; Annealing 50-65 °C; Estensione 94-98 °C.

Quale caratteristica rende la qPCR utile per valutare l'integrità del DNA estratto?. L'uso di primer specifici solo per il cromosoma Y. La possibilità di lavorare senza alcun controllo termico. La capacità di generare direttamente profili STR completi. L'impiego di bersagli di diversa lunghezza per confrontare l'efficienza di amplificazione.

Perché la PCR è particolarmente vulnerabile alla presenza di inibitori?. Perché gli inibitori interferiscono direttamente con l'attività dell'enzima polimerasi. Perché impediscono la formazione dei primer nella miscela di reazione. Perché bloccano la denaturazione della doppia elica. Perché neutralizzano la fluorescenza prodotta dalla qPCR.

Perché la pars petrosa è considerata matrice ottimale nei resti degradati?. Evita la necessità di trattamento di decontaminazione. Tutte le altre risposte. Preserva il DNA grazie all'alta densità ossea e alla scarsa porosità. Contiene solo mtDNA e non DNA nucleare.

Descrivi quando e perché i marcatori Y-STR e RM-YSTR sono necessari nella ricostruzione di relazioni familiari su linea maschile. Y-STRs and RM-YSTRs are essential for tracing paternal lineages due to their inheritance pattern. They are particularly useful in cases of sexual assault where a mixture of male and female DNA is present, allowing for the analysis of the male component. Y-STRs are used to determine relationships between males, such as father-son or brother-brother. RM-YSTRs are used for maternal lineage reconstruction. Y-STRs are needed when differentiating between male contributors in a mixed sample, especially in cases where the female contributor's DNA is abundant. RM-YSTRs are not commonly used in forensic genetics. Y-STRs are useful for identifying individuals from semen stains. RM-YSTRs help in cases of paternal disinheritance claims.

Illustra i criteri decisionali che guidano la scelta tra STR, SNP, mtDNA e marcatori X in base al tipo di parentela da verificare. Autosomal STRs are used for general identification and kinship analysis. SNPs are useful for ancestry estimation and phenotypic prediction. mtDNA is used for tracing maternal lineages and in highly degraded samples. X-chromosome markers are used for complex kinship cases, especially involving females. STRs are for direct identification. SNPs are for identifying degraded samples. mtDNA is for identifying males. X-chromosome markers are for distinguishing siblings. Autosomal STRs are for identifying individuals. SNPs are for determining sex. mtDNA is for tracing paternal lineages. X-chromosome markers are for determining maternal relationships. STRs are used for parentage testing. SNPs are for determining relatedness between cousins. mtDNA is for identifying individuals from hair shafts. X-chromosome markers are for distinguishing identical twins.

Definisci il principio della strategia integrata dei marcatori genetici e spiega perché non si devono utilizzare più marcatori del necessario. An integrated strategy uses a combination of marker types (e.g., STRs, SNPs, mtDNA) to maximize the information obtained from a sample. Using more markers than necessary can lead to increased complexity in analysis, higher costs, and potential for interpretation errors, without necessarily improving the discriminatory power. An integrated strategy involves using only STR markers for all types of forensic analyses. Using more markers than needed is important for comprehensive profiling. An integrated strategy focuses on using a single marker type across all cases. Using more markers than necessary is generally recommended for increased accuracy. An integrated strategy means using markers that are easily amplified. Using more markers than necessary is crucial for statistical robustness.

Spiega in quali situazioni si integra il mtDNA con STR autosomici e perché questa combinazione migliora l'interpretazione forense. mtDNA is integrated with autosomal STRs when dealing with degraded samples or identifying individuals through maternal relatives. This combination improves interpretation because mtDNA is more resistant to degradation and can provide information when nuclear DNA is scarce or absent, complementing the discriminatory power of STRs. mtDNA is integrated with autosomal STRs for sex determination. This combination provides more accurate results for sex identification. mtDNA is integrated with autosomal STRs in cases of paternal lineage reconstruction. This combination enhances the ability to trace paternal lines. mtDNA is integrated with autosomal STRs to analyze samples from bone and teeth. This combination is essential for analyzing hard tissues.

Per quale motivo le repliche indipendenti sono essenziali nell'analisi dei campioni LCN?. Per individuare marcatori non presenti nel pannello originale. Per ridurre automaticamente la degradazione del DNA. Per distinguere gli alleli genuini dagli artefatti che compaiono in modo casuale. Per aumentare la lunghezza degli ampliconi.

Quale condizione favorisce maggiormente la comparsa di allele imbalance nei campioni LCN?. L'assenza totale di inibitori nella miscela. L'uso di primer troppo vicini tra loro. La presenza di pochissime copie iniziali che amplificano in modo asimmetrico. La presenza esclusiva di STR corti nel pannello.

Perché il drop-out è particolarmente insidioso nei campioni a bassa quantità?. Perché può far apparire omozigote un profilo che in realtà è eterozigote. Perché si verifica solo su marcatori del cromosoma Y. Perché impedisce completamente la separazione capillare. Perché aumenta la produzione di artefatti di tipo pull-up.

Qual è la causa principale della perdita selettiva degli STR lunghi nel DNA degradato?. La presenza costante di contaminazioni ambientali. L'incapacità dei dye di legarsi a frammenti superiori a 250 bp. L'incompatibilità tra polimerasi e sequenze ripetute lunghe. La maggiore probabilità che regioni flanking estese subiscano danni strutturali.

Quale scenario suggerisce che un profilo derivi da DNA degradato e non da LCN?. Progressiva diminuzione dei picchi in funzione della lunghezza degli STR (ski-slope). Comparsa di più repliche discordanti tra loro. Presenza esclusiva di segnali sopra soglia ma molto sbilanciati. Aumento marcato dei drop-in a bassa intensità.

Quale vantaggio offrono i miniSTR rispetto agli STR tradizionali nei campioni degradati?. L'eliminazione completa della stocasticità di amplificazione. L'amplificazione esclusiva di contributori minoritari. La possibilità di evitare la fase di purificazione. La riduzione della distanza tra i primer, che permette di amplificare frammenti molto più corti.

Qual è un errore interpretativo comune nei profili LCN o degradati?. Diluire il campione per aumentare l'intensità dei picchi. Sostituire la PCR con la sola quantificazione per evitare stocasticità. Considerare l'assenza di un allele come prova di esclusione senza valutarne le cause chimiche. Interpretare ogni picco debole come contributore aggiuntivo.

Perché un campione che è contemporaneamente LCN e degradato è particolarmente difficile da interpretare?. Perché genera profili composti unicamente da artefatti di pull-up. Perché combina scarsità di copie e frammentazione, amplificando al massimo drop-out e ski-slope. Perché non può essere analizzato con pannelli autosomici. Perché impedisce completamente l'uso dell'elettroforesi capillare.

Per quale ragione un profilo ottenuto da una sola corsa su campione critico non può essere usato per il LR?. La CE non separa correttamente gli STR con DNA danneggiato. Il LR richiede sempre due fluorofori diversi. La mancanza di riproducibilità rende insicura l'assegnazione allelica. Il software non consente l'analisi statistica dei profili deboli.

A cosa serve il "bin" nella chiamata degli alleli?. Filtrare automaticamente i picchi troppo intensi. Verificare la corretta miscela dei fluorofori. Correggere le distorsioni provocate dalla degradazione. Definire l'intervallo entro cui un picco può essere assegnato a un allele noto.

Quale elemento permette di riconoscere una mixture in modo immediato?. Assenza totale di artefatti. Comparsa di più di due alleli compatibili in un singolo locus. RFU identici tra tutti i marcatori. Presenza di picchi molto simmetrici.

Il ladder allelico consente all'analista di: Evitare la comparsa di artefatti come lo stutter. Identificare correttamente quale allele corrisponde a ciascun picco. Stabilire il profilo del contributore minoritario. Determinare la quantità assoluta di DNA.

Per quale motivo la CE è considerata più affidabile del gel nella separazione degli STR?. Perché distingue frammenti anche molto simili in base alla loro migrazione. Perché elimina automaticamente gli artefatti di PCR. Perché amplifica il DNA durante la corsa. Perché non richiede l'uso di fluorofori.

In un elettroferogramma, un picco con RFU bassi suggerisce principalmente: Un'amplificazione debole potenzialmente soggetta a drop-out. Un errore nel riconoscimento del colorante. Un eccesso di DNA nel campione. La presenza certa di un contributore minoritario.

La mobilità elettroforetica di un frammento STR dipende soprattutto da: Il numero totale di marcatori nel multiplex. La concentrazione iniziale del campione. Il ciclo di denaturazione della PCR. Quanto è lungo il frammento.

Che cosa identifica il coverage nel sequenziamento NGS?. Il numero di letture che coprono una stessa porzione di DNA. La quantità totale di adattatori inseriti nella libreria. La percentuale di basi che non richiedono controllo qualità. La lunghezza massima raggiungibile dai frammenti durante la run.

Quale criticità può emergere nel sequenziamento di campioni forensi degradati?. Bias rilevanti introdotti durante la costruzione della libreria. Sovrapposizione costante di frammenti non correlati al campione. Generazione esclusiva di sequenze perfettamente uniformi. Lettura omopolimerica garantita senza errori di piattaforma.

Per quale motivo l'incorporazione di un ddNTP arresta la sintesi nel metodo Sanger?. Perché il ddNTP altera la carica complessiva degli ampliconi. Perché il ddNTP impedisce il legame del primer alla molecola stampo. Perché il ddNTP non possiede il gruppo 3'-OH necessario all'estensione. Perché il ddNTP blocca la denaturazione termica del DNA a ogni ciclo.

Qual è lo scopo della preparazione della libreria nel workflow NGS?. Accelerare la polimerizzazione rendendo superflua l'amplificazione. Produrre ampliconi identici privi di qualunque polimorfismo. Rendere ogni frammento riconoscibile e leggibile dalla piattaforma. Eliminare automaticamente le molecole con struttura non lineare.

In che modo il metodo Sanger riesce a ricostruire la sequenza del DNA?. Misurando direttamente la lunghezza del DNA tramite campo elettrico costante. Generando frammenti terminati in tutte le posizioni grazie ai nucleotidi terminatori. Leggendo la sequenza tramite modifiche del pH durante la sintesi. Riconoscendo le basi attraverso marcatori non fluorescenti.

Per quale ragione il NGS è definito un insieme di tecnologie e non una tecnica singola?. Perché impiega esclusivamente un unico metodo di rilevazione ottica. Perché non consente di variare i parametri della piattaforma utilizzata. Perché genera sempre frammenti di identica lunghezza per ogni run. Perché utilizza chimiche di lettura differenti basate sullo stesso principio parallelo.

Quale vantaggio forense deriva dal sequenziamento degli STR tramite tecniche NGS?. La completa eliminazione degli stutter all'interno dei motivi ripetuti. La riduzione del numero di loci necessari per l'identificazione. La distinzione di alleli iso-lunghezza grazie alla lettura della sequenza interna. L'assenza totale di varianti nelle regioni flanking dei marcatori.

In quale scenario le affermazioni fornite diventano complessivamente errate?. Quando la reazione impedisce qualunque incorporazione di basi. Quando la profondità di lettura risulta insufficiente per confermare la sequenza. Tutte le altre risposte sono corrette. Quando la piattaforma produce in modo uniforme frammenti identici.